Barwienie rozmazów krwi hematoksyliną

Metoda barwienia rozmazów hematoksyliną ma zastosowanie w rozpoznawaniu gatunku mikrofilarii, uwidocznia bowiem pochewkę pasożyta oraz szczegóły budowy końcowej części ciała, które nie są widoczne po zabarwieniu metodą Giemsy. Rozmazy utrwala się alkoholem metylowym (przez 5 min), przy czym z preparatów grubej kropli należy przed utrwaleniem wyługować hemoglobinę przez zanurzenie szkiełka w wodzie destylowanej. Do barwienia używa się najczęściej hematoksyliny Delafielda (15 min), a po zakończeniu barwienia i spłukaniu barwnika pozostawia się preparat w wodzie na okres 5 min, aby uwidoczniła się niebieska barwa.

Próbki krwi do badania w kierunku filarioz należy pobierać zgodnie z periodycz- nością występowania mikrofilarii w krwiobiegu, tj. w godzinach południowych w przypadkach podejrzanych o loaozę albo wieczorno-nocnych u osób z wuchere- riozą (np. w regionie Tajlandii lub Malezji). Przy mało intensywnej mikrofilaremii należy zastosować metody koncentracji materiału przez sączenie pobranej krwi przez filtry membranowe lub zgodnie z techniką Knotta.

Metody zagęszczania pasożytów występujących we krwi. Najczęściej stosowanymi sposobami zagęszczania pasożytów krwi są następujące metody:

– 1) sączenia krwi przez filtry membranowe

– 2) formalinowa Knotta

– 3) sączenia krwi przez kolumny celulozy DEAE-52.

Pierwsze dwie metody służą do wykrywania mikrofilarii

Pierwsze dwie metody służą do wykrywania mikrofilarii, trzecia do zagęszczania trypanosom.

Ad 1. Należy pobrać do strzykawki ok. 20 cm3 krwi, zmieszać z antykoagulantem (2% roztwór cytrynianu sodu) i przesączyć przez filtr membranowy o porowatości 5 pm, podłączając strzykawkę do otworu wlotowego osłony filtru. Przepłukać urządzenie 10 cm3 PBS, wyjąć membranę, umieścić na szkiełku podstawowym i oglądać pod mikroskopem.

Acl 2. Pobrać ok. 20 cm3 krwi i zmieszać z 10 cm3 2% roztworu formaliny w PBS lub 1% roztworu saponiny w PBS, używając probówki wirowniczej. Po upływie 15 min odwirować materiał przy 400 g przez 20 min i oglądać osad pod mikroskopem.

Acl 3. Przygotować kolumienkę z dwuetyloaminoetylocelulozą (DEAE-52) o pojemności 2-3 cm3, przepłukać roztworem PBS z dodatkiem glukozy, wprowadzić do kolumienki ok. 0,2 cm3 krwi pobranej z opuszki palca i eluować za pomocą PBS z dodatkiem glukozy, a następnie oglądać eluat pod mikroskopem (po ewentualnym odwirowaniu przy 400 g).

W czasie sączenia próbki krwinki pozostają w kolumnie, natomiast trypanosomy przechodzą do eluatu.

Leave a reply

You may use these HTML tags and attributes: <a href="" title=""> <abbr title=""> <acronym title=""> <b> <blockquote cite=""> <cite> <code> <del datetime=""> <em> <i> <q cite=""> <s> <strike> <strong>